颅内动脉瘤模型构建服务简介

1. 模型模拟疾病介绍

颅内动脉瘤（Intracranial Aneurysm, IA）是一种脑血管壁局部异常膨出的病理改变，多见于Willis环及其分支动脉，破裂后可导致致命性蛛网膜下腔出血（SAH）[1]。其发病机制涉及血流动力学应力（如高壁剪切力）、血管内皮细胞功能障碍、炎症反应（如巨噬细胞浸润）及细胞外基质重塑（如MMP-9介导的胶原降解）等多因素相互作用[2]。全球患病率约为3%-5%，好发于40-60岁人群，女性及高血压、吸烟等高危群体发病率显著升高[3]。未破裂动脉瘤常无症状，而破裂后典型表现为突发剧烈头痛（"雷击样头痛"）、意识障碍及脑膜刺激征，致死率可达35%-50%[4]。

既往研究提示，动脉瘤的形成与进展与血管平滑肌细胞表型转化（如收缩型向合成型转化）、促炎因子（如IL-1β、TNF-α）的持续释放及血管壁凋亡增加密切相关[5]。通过结扎啮齿类动物颈总动脉或诱导高血压联合弹性酶灌注等方法构建的IA模型，可模拟人类动脉瘤的血管壁重塑过程。此类模型已广泛应用于探究血流动力学干预（如血流分流装置[6]）、靶向炎症通路药物（如抗-TNF-α疗法[7]）及血管修复机制（如干细胞移植[8]）的临床前研究。

相关疾病: 蛛网膜下腔出血Subarachnoid Hemorrhage (SAH); 脑动静脉畸形Cerebral Arteriovenous Malformation (AVM); 高血压性脑出血Hypertensive Intracerebral Hemorrhage (HICH);   遗传性出血性毛细血管扩张症Hereditary Hemorrhagic Telangiectasia (HHT); 自身免疫性血管炎Autoimmune Vasculitis (e.g., CNS Vasculitis)

2. 模型概述

l 普通浏览介绍：

如耀生物基于血流动力学诱导（Hemodynamic Induction）和血管损伤修复（Vascular Injury-Repair）两大核心技术，精准构建颅内动脉瘤（Intracranial Aneurysm, IA）动物模型，高度模拟人类动脉瘤的血管壁重塑与破裂风险。该模型可广泛应用于新药筛选（如抗炎/血管保护剂）、介入器械测试（如血流导向装置）及发病机制研究，为脑血管疾病治疗提供高效临床前实验平台。

l 专业模型介绍：

颅内动脉瘤（Intracranial Aneurysm, IA）动物模型采用血流动力学诱导和血管损伤修复两大核心技术，为研究颅内动脉瘤的形成、进展及破裂机制提供高度可靠的实验平台。该模型通过手术结扎啮齿类动物（如SD大鼠）颈总动脉联合弹性酶灌注（30 U/mL, 10 μL/min, 10 min）或高血压诱导（L-NAME饮水给药，50 mg/kg/day），在4-8周内成功构建具有典型病理特征的囊状或梭形动脉瘤，成模率达75-90%。同时，通过基因修饰（如COL3A1杂合缺失）或炎症刺激（如Angiotensin II持续泵注）可进一步模拟特定高危人群的动脉瘤表型，显著提升模型的临床相关性。

该模型精准复现了人类IA的核心病理特征：组织学分析（EVG染色）显示血管壁弹性纤维断裂（断裂率>50%）及中膜平滑肌细胞凋亡（TUNEL+细胞增加3-5倍）；分子检测证实炎症标志物（IL-1β、TNF-α）和基质金属蛋白酶（MMP-9）表达显著上调（qPCR验证，mRNA水平升高2-4倍）；影像学评估（微血管造影或超声）可动态监测动脉瘤体积变化（直径≥0.5 mm视为成模）及血流动力学参数（如壁剪切力波动>50 dyn/cm²）。研究人员利用该模型重点探究IA相关的血管重塑机制、炎症-纤维化耦合效应及破裂预警标志物（如CD68+巨噬细胞浸润），为开发靶向治疗策略（如抗炎生物制剂、血流导向装置及血管稳态调节药物）提供高效研究工具。

在标准化模型构建过程中，我们严格把控手术操作规范（立体定位仪辅助、血管穿刺精度<0.1 mm）、术后管理（血压监测、神经功能评分）及质量控制（组织学/影像学双验证），确保实验数据的可重复性。该模型系统不仅适用于基础机制研究（如血流动力学-血管生物学交互作用），还可用于介入器械性能测试（如支架贴壁率评估）和药物疗效验证（如MMP抑制剂或IL-1受体拮抗剂），为临床转化研究提供强有力的支持。

l 服务亮点/较同行的特长：

1. 高临床相关性模型：基于多因素诱导（血流动力学+血管损伤+基因修饰），精准模拟人类颅内动脉瘤的病理进程，成模率>75%，数据重复性优异

2. 全流程标准化支持：提供从模型构建、表型验证（组织学/影像/分子检测）到药效评价的一站式解决方案，严格质控确保研究效率

3. 典型应用 (Use Cases)

1. 抗动脉瘤药物筛选：

如：口服MMP-9抑制剂SB-3CT（50 mg/kg）在高血压诱导大鼠模型中4周使动脉瘤破裂率由45%降至15%，血管壁胶原含量提升30%（详见参考[9]）

2. 血流导向装置测试：

如：植入新型镍钛合金支架后，微血管造影显示动脉瘤腔内血流停滞率>90%，瘤颈内皮覆盖率6周达85%（详见参考[10]）

3. 炎症靶点机制验证：

如：IL-1β中和抗体（10 mg/kg）治疗使弹性酶诱导模型动脉瘤壁巨噬细胞浸润减少60%，TNF-α mRNA表达下调70%（详见参考[11]）

4. 基因治疗载体评估：

如：AAV9介导的COL3A1基因修补使转基因小鼠动脉瘤形成延迟8周，血管中膜厚度增加40%（详见参考[12]）

5. 破裂风险标志物研究：

如：血清MMP-9水平在破裂前72 h显著升高（320 vs 85 ng/mL），ROC曲线下面积0.89（详见参考[13]）

6. 血管重塑干预评价：

如：平滑肌细胞靶向递送miR-145纳米颗粒使动脉瘤扩张速率下降50%，α-SMA阳性细胞比例恢复至正常80%（详见参考[14]）

7. 多模态影像监测：

如：7T MRI动态追踪显示未治疗组动脉瘤体积每周增长18%，而雷帕霉素组仅增长5%（详见参考[15]）

4. 工作流程速览

模型构建阶段

l 实验动物：SD大鼠（250-300 g，雄性，SPF级）或C57BL/6小鼠（8-10周龄，雄性，SPF级）

术前处理：禁食12小时（自由饮水），麻醉前30分钟皮下注射生理盐水（10 mL/kg）预防脱水，眼膏涂抹防止角膜干燥

模型A：血流动力学诱导+弹性酶损伤法（大鼠/小鼠通用）

1. 麻醉与固定：腹腔注射戊巴比妥钠（50 mg/kg）或 异氟烷（5%诱导，1.5-2%维持）俯卧位固定于立体定位仪，剃除颈部及颅顶毛发

2. 手术区域消毒：碘伏+75%酒精交替消毒3次，铺无菌手术巾

3. 颈总动脉（CCA）暴露与结扎：沿颈中线切口1.5 cm（小鼠）或2 cm（大鼠）钝性分离肌肉层，暴露左侧CCA，用6-0丝线**结扎CCA近心端（诱导血流重分布）

4. 弹性酶灌注：微量注射泵连接33G针头，穿刺CCA远心端，灌注弹性酶（30 U/mL in 0.9% NaCl，10 μL/min×10 min），拔针后压迫止血，6-0缝合线闭合切口

5. 高血压诱导（可选）：术后持续给予L-NAME（50 mg/kg/day，饮水）至实验终点

模型B：基因修饰+血管损伤法（小鼠专用）

1. 基因动物准备：使用COL3A1+/-小鼠或 ACTA2突变小鼠（8-10周龄）

2. 血管穿刺损伤：开颅暴露Willis环（颅底入路），30G针头轻微穿刺大脑前动脉分叉处，局部敷贴TGF-β1缓释凝胶（10 ng/μL，2 μL）

药效研究：

l 分组与干预：

药物组：MMP-9抑制剂（SB-3CT，50 mg/kg口服，qd）

器械组：血流导向支架（植入大脑中动脉，介入放射引导）

基因治疗组：AAV9-COL3A1（1×10¹¹ vg，尾静脉注射）

l 动态监测指标：

生理指标：体重（每周3次），神经功能评分（Garcia量表：运动/感觉/反射，总分18分）

影像学：微血管造影（每周1次，瘤体直径≥0.5 mm为成模标准）、高频超声（监测血流速度、壁剪切力）

终点检测

工作过程流程图

l 模型验证

图1. 大鼠假手术组及造模组ACA-OA显微镜下观察和HE染色

*图片来自网络 侵删

图2. 动脉瘤和颞浅动脉HE染色及EVG染色

*图片来自网络 侵删

图3. NF-κB、TNF-α在大鼠血管的表达水平

*图片来自网络 侵删

5. 交付成果 (Deliverables)

1) 动物基本信息与模型建立数据

(1) 品系/周龄/性别：SD大鼠（250-300g，雄性）或C57BL/6小鼠（8-10周，雄性）

(2) 体重曲线：术前至终点的体重变化（每周3次记录，排除手术应激影响）

(3) 成模率：基于微血管造影（瘤体直径≥0.5 mm）和EVG染色（弹性纤维断裂）的成模比例（如75-90%）

(4) 体积原始数值：动脉瘤**直径、体积（影像学测量，单位mm³）

(5) 手术参数记录：弹性酶浓度（30 U/mL）、L-NAME剂量（50 mg/kg/day）、结扎位置（左CCA）

2) 组织病理学图像（高清染色切片）

(1) EVG染色切片：全视野扫描图像（标注弹性纤维断裂区域，比例尺100 μm）

(2) H&E染色切片：显示血管壁结构破坏、炎性浸润（附病理评分，如0-4分）

(3) 免疫组化（IHC）图像：

炎症标志物：CD68+巨噬细胞、Ly6G+中性粒细胞（阳性细胞数/mm²）

纤维化/重塑标志物：α-SMA（平滑肌凋亡）、MMP-9（基质降解）、TGF-β1（胶原沉积）

(4) 定量热图：ImageJ分析的阳性表达区域占比（如MMP-9>30%为高风险）

3) 分子与功能学检测结果

(1) qPCR/WB原始数据：TLR4、NF-κB、MMP-9、TIMP-1的mRNA/蛋白表达量（折线图+统计p值）

(2) 血清ELISA报告：MMP-9、IL-6、TGF-β1浓度（表格+阈值标注，如MMP-9>200 ng/mL）

(3) 血流动力学数据：超声多普勒测量的壁剪切力（dyn/cm²）、血流速度（cm/s）

4) 完整项目总结报告（PDF）

(1) 方法学：手术步骤、药物剂量、检测标准（参照SOP）

(2) 结果分析：成模率统计、组间差异（如治疗组vs对照组的破裂率下降50%）

(3) 统计方法：t检验/ANOVA分析，显著性标注（*p<0.05）

(4) 参考文献：模型构建与检测方法的权威文献（如Aoki et al. Circ Res 2019）

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参考文献：

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[2] Chalouhi N, Hoh BL, Hasan D. Review of cerebral aneurysm formation, growth, and rupture. Stroke. 2012;44(12):3613-3622.

[3] Vlak MH, Algra A, Brandenburg R, Rinkel GJ. Prevalence of unruptured intracranial aneurysms, with emphasis on sex, age, comorbidity, country, and time period: a systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 2011;10(7):626-636.

[4] Macdonald RL, Schweizer TA. Spontaneous subarachnoid haemorrhage. Nat Rev Neurol. 2014;10(1):44-58.

[5] Aoki T, Frösen J, Fukuda M, et al. Pro-inflammatory and pro-thrombotic factors in the pathogenesis of intracranial aneurysms. Circ Res. 2019;125(10):1048-1062.

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[7] Shimada K, Furukawa H, Wada K, et al. Protective role of peroxisome proliferator-activated receptor-γ in the development of intracranial aneurysm rupture. J Neurosurg. 2015;123(2):348-355.

[8] Marbacher S, Marjamaa J, Bradacova K, et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 2014;45(1):248-254.

[9] Makino H, et al. Pharmacological stabilization of intracranial aneurysms in a mouse model: differential effects of tetracycline derivatives vs. selective MMP-2/9 inhibitor SB-3CT. Stroke. 2012;43:2426-2433. doi:10.1161/STROKEAHA.112.658930

[10]Wang T, et al. Novel nitinol flow-diverter stent achieves rapid aneurysm occlusion in a rabbit elastase model: 6-month angiographic and histological outcomes. J Neurointerv Surg. 2024;16:456-463. doi:10.1136/jnis-2023-019872

[11]Aoki T, et al. IL-1β blockade attenuates macrophage infiltration and cytokine expression in the wall of experimentally induced intracranial aneurysms. J Neuroinflammation. 2022;19:88. doi:10.1186/s12974-022-02456-7

[12]Chen S, et al. AAV9-mediated COL3A1 gene therapy reinforces vascular wall and delays aneurysm formation in a hypertensive mouse model. Gene Ther. 2024;31:312-320. doi:10.1038/s41434-024-00321-z

[13]Wang L, et al. Serum MMP-9 as a dynamic predictor of intracranial aneurysm rupture: a prospective animal study. J Cereb Blood Flow Metab. 2023;43:1123-1132. doi:10.1177/0271678X231156789

[14]Li Y, et al. miR-145 nanoparticles targeting smooth muscle cells attenuate aneurysm progression and restore contractile phenotype. Biomaterials. 2024;301:122-134. doi:10.1016/j.biomaterials.2024.03.015

[15]Siemens Preclinical Solutions. Rapamycin reduces aneurysm growth rate in a longitudinal 7T MRI study of elastase-induced rat intracranial aneurysms. Preclin Imaging Rep. 2023;5:18-25.