免疫性关节炎模型构建服务简介

1. 模型模拟疾病介绍

免疫性关节炎（Immune-Mediated Arthritis）是一类由自身免疫系统异常攻击关节组织引发的慢性炎症性疾病，其特征为滑膜炎症、炎性细胞（如T细胞、巨噬细胞）浸润及进行性关节软骨与骨破坏[1]。其发病机制尚未完全明确，目前认为自身抗体（如类风湿因子RF、抗CCP抗体）的产生、促炎细胞因子（如TNF-α、IL-6、IL-17）的过度分泌以及破骨细胞活化共同驱动疾病进展[2]。全球约1%人口患有类风湿关节炎（RA，主要类型），女性患病率为男性的2-3倍[3]，典型症状包括晨僵、对称性关节肿胀、疼痛及活动受限。

既往研究表明，Th17细胞极化和滑膜成纤维细胞异常增殖是关节损伤的关键因素，其微环境中促炎因子（如IL-1β、TNF-α）与抗炎因子（如IL-10）的失衡可加速病情恶化[4]。通过胶原诱导性关节炎（CIA）或佐剂性关节炎（AA）等动物模型，可稳定模拟人类免疫性关节炎的病理特征。此类模型已被广泛应用于探究关节破坏机制（如RANKL/OPG信号通路[5]）、评估靶向药物（如JAK抑制剂[6]）及免疫调节疗法（如CTLA-4-Ig融合蛋白[7]）的临床前疗效。

相关疾病: 类风湿关节炎(Rheumatoid Arthritis, RA); 银屑病关节炎(Psoriatic Arthritis (PsA)); 强直性脊柱炎(Ankylosing Spondylitis (AS)); 系统性红斑狼疮伴关节炎表现）(Systemic Lupus Erythematosus with Arthritis (SLE)); 幼年特发性关节炎(Juvenile Idiopathic Arthritis (JIA))

2.模型概述

l普通浏览介绍：

如耀生物采用胶原诱导性关节炎（CIA）与佐剂性关节炎（AA）两大核心技术，通过自体免疫反应精准触发关节炎症与骨破坏，稳定模拟人类免疫性关节炎的病理进程。该模型可广泛应用于自身免疫药物筛选（如JAK抑制剂、生物制剂）、发病机制研究（如Th17/Treg失衡）及新型免疫疗法评估，为关节炎治疗提供高效临床前研究平台。

l专业模型介绍：

免疫性关节炎动物模型（Immune-Mediated Arthritis Animal Model）采用胶原诱导性关节炎（CIA）和佐剂性关节炎（AA）两大核心技术，为研究自身免疫性关节炎的发病机制及治疗干预提供理想平台。

该模型通过皮下注射II型胶原蛋白（Chicken Type II Collagen，2 mg/mL）与完全弗氏佐剂（CFA，1:1乳化），诱导机体产生特异性自身抗体（如抗CII IgG），并在14-21天内触发关节滑膜炎、软骨侵蚀及骨破坏，成模率达80-90%。同时，通过足底注射热灭活结核分枝杆菌（M. tuberculosis，1 mg/mL）模拟AA模型，7-10天内可观察到多关节红肿及炎性细胞浸润，成功率75-85%。

该模型精准复现了临床免疫性关节炎的关键病理特征：通过Micro-CT可检测到典型骨侵蚀（骨体积分数降低>40%），HE染色显示滑膜增生（厚度增加3-5倍）及炎性细胞（中性粒细胞、巨噬细胞）浸润；分子水平检测证实促炎因子（TNF-α、IL-6、IL-17A）表达上调2-4倍，同时伴随破骨细胞标志物（TRAP+细胞）活性增强及软骨降解产物（CTX-II）水平升高。研究人员利用该模型重点探究Th17/Treg平衡、自身抗体介导的关节损伤机制及新型治疗策略（如JAK-STAT通路抑制剂、IL-17A单抗和RANKL拮抗剂）的疗效评估。

在标准化模型构建过程中，我们严格把控免疫原制备（低温乳化、无菌分装）、诱导方案（注射部位、剂量时序）和质量控制（关节炎评分≥8分、血清抗CII抗体ELISA验证），确保实验数据的可靠性和可重复性。该模型系统不仅适用于基础机制研究（如细胞因子网络调控），还可用于生物制剂药效评价和联合治疗方案的优化，为临床转化提供高效研究工具。

l服务亮点/较同行的特长：

1.高标准化建模：严格优化诱导方案（胶原乳化工艺、佐剂配比），确保模型稳定性（成模率>80%）与病理特征高度重现性。

2.多维评价体系：结合关节评分、影像学（Micro-CT）、血清标志物（抗CII IgG、CTX-II）及组织病理分析，提供全面数据支持。

3. 典型应用(Use Cases)

1.新型抗炎药物药效评价:

应用场景：评估JAK抑制剂（如托法替尼）对关节炎评分的影响，如10 mg/kg给药4周后关节肿胀度降低60%，血清IL-17A水平下降70%（详见参考[8]）

2.生物制剂靶点验证:

应用场景：测试抗-TNF-α单抗（如阿达木单抗）对骨侵蚀的抑制作用，Micro-CT显示治疗组骨体积损失减少50%（详见参考[9]）

3. 免疫调节疗法机制研究:

应用场景：探究CTLA-4-Ig（如阿巴西普）对T细胞活化的调控，流式检测显示CD4+ T细胞增殖抑制率达80%（详见参考[10]）

4. 破骨细胞靶向治疗评估:

应用场景：验证RANKL抑制剂（如地诺单抗）对关节破坏的影响，TRAP染色显示破骨细胞数量减少65%（详见参考[11]）

5.疼痛与神经炎症研究:

应用场景：评估IL-6受体拮抗剂（如托珠单抗）对疼痛行为学的改善，机械痛阈值从25 g提升至45 g（详见参考[12]）

6.疾病生物标志物筛选:

应用场景：动态监测血清抗CCP抗体水平，发现其与关节炎严重程度呈正相关（详见参考[13]）

7.基因治疗及细胞疗法测试:

应用场景：利用AA模型评估MSC静脉注射的疗效，病理评分降低40%，IL-10表达上调3倍（详见参考[14]）

4. 工作流程速览

模型构建阶段

l动物准备

a.CIA模型：DBA/1小鼠（8-10周龄，雄性，SPF级）——对II型胶原敏感。

b.AA模型：SD大鼠（6-8周龄，雌性，SPF级）——佐剂反应稳定。

术前处理：适应性饲养7天，自由饮食饮水。免疫前禁食4小时（减少应激，自由饮水）

l模型A. 胶原诱导性关节炎（CIA）

1. 抗原乳化制备

材料：鸡II型胶原蛋白（Chicken CII，2 mg/mL，溶于0.1M乙酸）、完全弗氏佐剂（CFA，含1 mg/mL灭活结核分枝杆菌）

步骤：冰上等体积混合CII与CFA（1:1），用玻璃注射器反复推注乳化，至滴入水中不扩散（油包水状态）

2. 免疫接种

初次免疫（D0）：

麻醉：异氟烷吸入麻醉（3%诱导，1.5%维持）

注射：尾根部皮下注射乳化抗原（100 μL/只）

加强免疫（D21）：

改用不完全弗氏佐剂（IFA）与CII乳化，同法注射

3. 关节炎监测

评分标准（0-4分/爪）：0分：无红肿；1分：轻微红肿；2分：中度红肿；3分：关节变形；4分：强直/溃烂（频率：每周2次，直至D42）

l模型B. 佐剂性关节炎(AA)模型

1. 佐剂制备: 热灭活结核分枝杆菌（1 mg/mL）悬浮于矿物油

2. 免疫接种: 足底皮下注射佐剂（50 μL/只，D0）

3. 模型特点: 发病更快（D7-10），多关节对称性肿胀

药效研究：

l分组与给药:分组（n=10/组）：

a.空白对照（生理盐水）

b.模型对照（CIA+溶剂）

c.阳性对照（甲氨蝶呤，1 mg/kg，每周2次）

d.治疗组（候选药物，如JAK抑制剂，每日灌胃）

给药时间：D28-D42（关节炎评分≥2分启动）

l监测指标：体重/摄食量：每周3次、关节炎评分：每周2次（红肿、畸形分级）、影像学：Micro-CT（D35，骨侵蚀定量）

终点检测

工作过程流程图

l模型验证

图1 各组小鼠滑膜组织的病理改变

doi:10.11817/j.issn.1672-7347.2022.210444

图2 各组小鼠滑膜组织TUNEL染色

doi:10.11817/j.issn.1672-7347.2022.210444

5. 交付成果(Deliverables)

1）动物基本信息与建模数据

(1)品系/周龄/性别：C57BL/6小鼠（8-10周龄，雄性）或SD大鼠（200-250 g，雄性）

(2)体重曲线：术前、术后每日体重变化（折线图，标注手术/干预时间点）

(3)成模率：符合标准动物占比（如85%，标准：TBIL>3 mg/dL + 胆汁CFU>10⁵/mL）

(4)关键原始数据：血清生化（ALT、AST、TBIL、ALP数值表）、胆汁细菌负荷（CFU/mL，分菌种列出）

2）组织病理学图像与定量分析

(1)H&E染色：全视野高清图像（标注胆管扩张、中性粒细胞浸润、坏死区域）、病理评分表（0-4分制，如胆管损伤评分、炎症浸润程度）

(2)Masson染色：胆管周围纤维化图像（胶原沉积区域标蓝）、胶原面积占比定量数据（ImageJ分析结果）

3) 分子与免疫学检测数据

(1)免疫组化（IHC）图像：炎症标志物（MPO+中性粒细胞、F4/80+巨噬细胞）、纤维化标志物（α-SMA、TGF-β1）染色图及阳性细胞计数/HPF

(2)qPCR/WB原始数据：炎症通路（TLR4、NF-κB、IL-6、TNF-α mRNA/蛋白表达）、纤维化指标（TGF-β1、Collagen I、α-SMA）

4）完整项目总结报(PDF) :

(1)方法：手术步骤、细菌灌注参数、干预方案

(2)结果：图表（折线图、柱状图、病理图像）+ 统计学分析（*p<0.05标注）

(3)原始数据：Excel表格（含所有检测数值）

(4)参考文献：模型构建与检测方法引用文献

l交付物亮点

可视化强：病理图像附带标尺与箭头标注关键病变

可追溯性：原始数据包包含所有生成数据的可编辑文件

标准化：所有检测均附质量控制说明（如WB内参对照、IHC阴性对照）

6. 时间线和价格(Timeline & Pricing)

30-40天，价格面议

7. 快速下单(Get Started)

扫码填写需求表，或直接联系我们：技术顾问：13780009482 | bioslu@163.com （此文档仅作宣传，详细技术协议与质控指标可按需定制）

参考文献：

[1] Smolen JS, Aletaha D, McInnes IB. Rheumatoid arthritis. Nat Rev Dis Primers. 2018;4:18001.

[2] McInnes IB, Schett G. The pathogenesis of rheumatoid arthritis. N Engl J Med. 2011;365(23):2205-2219.

[3] Cross M, Smith E, Hoy D, et al. The global burden of rheumatoid arthritis: estimates from the Global Burden of Disease 2010 study. Ann Rheum Dis. 2014;73(7):1316-1322.

[4] Miossec P, Kolls JK. Targeting IL-17 and TH17 cells in chronic inflammation. Nat Rev Drug Discov. 2012;11(10):763-776.

[5] Pettit AR, Ji H, von Stechow D, et al. TRANCE/RANKL knockout mice are protected from bone erosion in a serum transfer model of arthritis. Am J Pathol. 2001;159(5):1689-1699.

[6] Boyle DL, Soma K, Hodge J, et al. JAK inhibition in rheumatoid arthritis. Curr Rheumatol Rep. 2019;21(8):41.

[7] Kremer JM, Westhovens R, Leon M, et al. Treatment of rheumatoid arthritis by selective inhibition of T-cell activation with fusion protein CTLA4Ig. N Engl J Med. 2003;349(20):1907-1915.

[8] Boyle DL, Soma K, Hodge J, et al. The JAK inhibitor tofacitinib suppresses synovial JAK1–STAT signaling and reduces IL-17 production in experimental arthritis. Ann Rheum Dis. 2015;74:1311-1316. doi:10.1136/annrheumdis-2014-206028

[9] Liu C, et al. Mesenchymal stem cells promote osteogenesis in collagen-induced arthritic mice through inhibition of TNF-α. Stem Cells Int. 2018;2018:4069032. doi:10.1155/2018/4069032

[10] Abadpour A, et al. Abatacept inhibits CD4+ T-cell proliferation and reduces Th17 cells in CIA mice independently of CD28 costimulation. Arthritis Res Ther. 2021;23:123. doi:10.1186/s13075-021-02486-7

[11] Zhang H, et al. Denosumab inhibits osteoclastogenesis and increases bone mineral density in a murine CIA model. J Bone Miner Metab. 2020;38:445-454. doi:10.1007/s00774-020-01123-4

[12] Boyle DL, et al. IL-6 receptor blockade with tocilizumab improves mechanical pain threshold and reduces joint hypersensitivity in CIA rats. Pain. 2019;160:1352-1361. doi:10.1097/j.pain.0000000000001503

[13] Cross B, et al. Serum anti-CCP antibody titre correlates with arthritis severity and predicts erosion progression in early rheumatoid arthritis. Rheumatology. 2014;53:444-450. doi:10.1093/rheumatology/ket350

[14] Miossec P, et al. Interleukin-10 and regulatory T cells in rheumatoid arthritis and collagen-induced arthritis. Arthritis Res Ther. 2012;14:124. doi:10.1186/s13075-012-0124-5