1. 模型模拟疾病介绍

肝脓肿（Liver Abscess）是一种由细菌、真菌或寄生虫感染引起的肝脏化脓性病变，其特征是肝实质内形成脓腔，伴随中性粒细胞浸润、组织坏死及周围纤维化反应[1]。其发病机制主要与病原体侵袭（如肺炎克雷伯菌的K1/K2荚膜抗原）、胆道逆行感染或血行播散有关，同时宿主免疫防御功能受损（如糖尿病、肝胆疾病）是重要诱因[2]。全球年发病率约为2-4/10万，其中糖尿病患者发病率较普通人群高3-5倍，典型临床症状包括高热、右上腹剧痛、肝肿大及白细胞显著升高。

既往研究表明，肝脓肿的病理进程与病原体毒力因子（如肺炎克雷伯菌的rmpA基因[3]）、宿主炎症反应及局部微循环障碍密切相关。通过构建细菌悬液肝内注射或胆道结扎感染动物模型，可准确模拟人类肝脓肿的病理特征，此类模型已被广泛应用于抗菌药物疗效评估（如碳青霉烯类抗生素[3]）、免疫调节治疗（如IL-10对脓肿纤维化的调控[4]）以及新型介入疗法的临床前研究。

相关疾病: 败血症/脓毒症 (Sepsis/Septicemia); 胆道感染/胆管炎 (Biliary Tract Infection/Cholangitis); 糖尿病相关感染 (Diabetes Mellitus-Associated Infections); 肺炎克雷伯菌侵袭性综合征 (Klebsiella pneumoniae Invasive Syndrome); 医院获得性感染 (Hospital-Acquired Infections/ Nosocomial Infections)

2. 模型概述

l普通浏览介绍：

如耀生物采用病原体精准肝内注射技术与可控性胆道感染诱导系统两大核心技术，成功构建高度模拟人类疾病的肝脓肿（Liver Abscess）动物模型，精准复现化脓性病灶形成及炎症微环境特征。该模型可广泛应用于抗菌药物筛选、宿主免疫机制研究及介入治疗技术开发，为感染性疾病和肝脏病理研究提供标准化实验平台。

l专业模型介绍：

如耀生物采用直接肝内病原体注射技术与胆道梗阻诱导感染系统两大核心技术，为研究肝脓肿的发病机制及治疗干预提供高度可靠的实验平台。该模型通过超声引导下精准注射标准化的病原体悬液（如肺炎克雷伯菌ATCC 700603，1×10^8 CFU/mL）至C57BL/6小鼠肝左叶实质内，配合术后48小时环磷酰胺（50mg/kg）免疫抑制处理，可在5-7天内成功诱导形成直径≥3mm的典型化脓性病灶，成模率达85-92%。同时，通过结扎胆总管远端并注入大肠杆菌悬液（1×10^7 CFU/100μL），可模拟临床胆源性肝脓肿的病理进程，14天内形成多房性脓腔，成功率78-88%。

该模型精准复现了人类肝脓肿的核心病理特征：HE染色显示肝组织大面积中性粒细胞浸润（>40个/高倍视野）及特征性液化坏死区；Masson染色证实脓肿周围纤维囊形成（厚度50-100μm）；分子水平检测证实炎症因子（IL-1β、TNF-α）及纤维化标志物（α-SMA、Collagen III）表达显著上调（较对照组增加3-5倍，p<0.01）；Micro-CT动态监测可量化脓肿体积变化（分辨率10μm），同时伴有血清ALT/AST水平升高（2-3倍）及血培养阳性等系统性感染指征。研究人员利用该模型重点探究病原体-宿主互作机制（如K1荚膜多糖介导的免疫逃逸）、脓肿微环境调控（如M1/M2巨噬细胞极化）及抗菌药物渗透性（如喹诺酮类肝脓肿组织浓度检测），为开发新型治疗策略（如噬菌体疗法、TLR4抑制剂及纳米载体抗生素）提供标准化研究体系。

在模型构建过程中，我们严格实施标准化操作流程（SPF级动物、超声引导定位注射）、感染进程监控（每日体温/体重监测、PCT/CRP检测）及质量控制（脓肿形成率验证、病原体载量定量），确保实验数据的可重复性。该模型系统不仅适用于基础机制研究（如病原体毒力因子筛选、中性粒细胞胞外诱捕网NETs形成机制），还可用于抗菌药物疗效评估（如碳青霉烯类耐药菌治疗窗口期确定）及介入技术优化（如超声引导下经皮引流术式开发），为肝脓肿的临床诊疗提供强有力的转化研究工具。

l 服务亮点/较同行的特长：

1. 标准化建模体系：采用超声引导精准注射与动态影像监测技术，确保模型稳定性（成模率>85%）与数据可重复性。

2. 多维度评价平台：整合病原学检测（PCR/药敏）、病理分析（显微CT+组化）及免疫动态评估（流式/ELISA），提供全面研究支持。

3. 典型应用(Use Cases)

1. 新型抗生素药效评价：如：碳青霉烯类抗生素美罗培南（20 mg/kg）静脉给药7天，可使肺炎克雷伯菌诱导的小鼠肝脓肿细菌载量下降3 log10 CFU/g，脓肿体积缩小65%（详见参考[3]）

2. 免疫调节剂机制验证：如：IL-10中和抗体（1 mg/kg）干预后，脓肿周围纤维化面积减少40%，TGF-β1表达下调55%（详见参考[4]）

4. 介入治疗技术优化：如：超声引导下经皮引流联合抗生素局部灌注（环丙沙星10 mg/kg），较单纯药物治疗组脓肿吸收时间缩短50%（详见参考[5]）

5. 宿主免疫防御研究：如：TLR4基因敲除小鼠肝脓肿模型中，中性粒细胞募集减少60%，脓肿形成延迟48小时（详见参考[6]）

6. 糖尿病合并感染机制：如：链脲佐菌素（STZ）诱导的糖尿病小鼠肝脓肿模型中，血糖水平>16.7 mmol/L组脓肿体积较对照组增大2倍，愈合延迟72小时（详见参考[7]）

4. 工作流程速览

模型构建阶段

l动物准备：C57BL/6小鼠（8-10周龄，雄性，SPF级）；db/db小鼠（瘦素受体缺陷型，2型糖尿病模型）

免疫抑制预处理组：环磷酰胺50 mg/kg，建模前48小时单次腹腔注射

l病原体制备：

1）标准菌株：肺炎克雷伯菌（ATCC 700603，K1荚膜型）或大肠杆菌（ATCC 25922）

2）培养条件：LB液体培养基，37℃振荡培养至对数生长（OD₆₀₀=0.6，约1×10⁸ CFU/mL）

3）浓度调整：PBS重悬至终浓度1×10⁸ CFU/50μL（化脓性脓肿）或1×10⁶ CFU/50μL（慢性感染模型）

l诱导方法

1. 直接肝内注射法（急性化脓性模型）：

a. 麻醉：1.5%异氟烷吸入麻醉

b. 操作：超声引导下（高频探头，18MHz）经皮穿刺肝左叶，30G针头注射50μL菌悬液（注射速度5μL/s）

c. 对照组：注射等体积无菌PBS

2. 胆道梗阻感染法（胆源性模型）：手术结扎胆总管远端，近端注入菌悬液（1×10⁷ CFU/100μL）

药效研究（如需干预实验）

l分组设计：

(1) 空白对照组（无菌PBS肝内注射 + 生理盐水静脉注射）

(2) 模型组（病原体注射 + 生理盐水）

(3) 抗生素治疗组（病原体注射 + 美罗培南（20 mg/kg，静脉，BID))

(4) 免疫调节组（病原体注射+ 抗IL-10R抗体（1 mg/kg，腹腔，Q3D))

(5) 联合治疗组（病原体注射+ 美罗培南 + 超声引导引流）

l 给药周期：D4-D14（脓肿形成期至恢复期）

l 监测指标：每日：体重、摄食量、体温

D3/D7/D14：血清炎症因子（IL-6、TNF-α）、Micro-CT脓肿体积量化

D7/D14：肝脏细菌载量（组织匀浆培养计数）

终点检测

工作过程流程图

l模型验证

图1 小鼠肝组织病理学改变(HE ×200)

(A : 对照组; B : 模型组，黑色箭头所指为脓肿部位)

doi : 10.19405 /j.cnki.issn1000 －1492.2021.11.005

图2   对照组和模型组小鼠感染后血清ALT 和AST 水平

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图3 对照小鼠和模型组小鼠感染后血清IL-1 β、IL-6 和 TNF-α表达水平

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图4 小鼠感染后两组肝组织中IL-1 β、IL-6、IL-10 和MCP-1 mRNA 表达水平

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5.交付成果(Deliverables)

1）动物基本信息与建模数据h

(1) 品系/周龄：C57BL/6小鼠（8-10周龄，雄性）或db/db小鼠（糖尿病模型）

(2) 体重动态曲线：D0-D14每日体重变化（g）及存活率（%）

(3) 成模率统计：D7/D14脓肿形成率（HE染色确认脓腔直径≥2mm）

(4) 脓肿体积原始数据：Micro-CT或超声测量的脓肿三维尺寸（长×宽×高，mm³）

(5) 病原体载量：肝组织匀浆细菌计数（CFU/g，Log₁₀转换）

2）组织病理学图像与定量分析

(1) HE染色切片：全视野高清图像（20×/40×，附带100μm标尺）；病理注释：脓腔边界、中性粒细胞浸润评分（0-3分）、坏死区域占比（%）

(2) Masson染色：胶原纤维沉积面积（ImageJ定量，%）及纤维囊厚度（μm）

(3) Gram染色切片：细菌分布定位（脓肿核心 vs. 周围组织）

3) 分子与生化检测数据

(1) 炎症因子：血清/肝组织匀浆中IL-6、TNF-α、IL-1β浓度（ELISA，pg/mL）

(2) 肝功能指标：ALT、AST活性（U/L）

(3) 全身感染标志物：PCT、CRP（ng/mL）

(4) qPCR/WB数据：TLR4、NF-κB、TGF-β1基因或蛋白表达量（相对定量）

4) 影像学与流式数据

(1) Micro-CT三维重建图：脓肿体积动态变化（D3/D7/D14）

(2) 流式细胞术结果：脓肿周边免疫细胞分型（M1/M2巨噬细胞比例、中性粒细胞占比）；FACS原始数据（FCS文件）及分析报告（FlowJo导出的统计图表）

5） 完整项目总结报(PDF) :

(1) 实验方法：病原体接种浓度、手术操作SOP、检测时间点

(2) 结果总结：成模率、关键指标对比（治疗组vs模型组）、统计学差异（p值）

(3) 原始数据附表：Excel表格包含所有检测数值（如体重、体积、ELISA数据等）

(4) 参考文献：模型构建与检测方法的引用文献（APA格式）

6） 原始数据包

(1) 图像文件：HE/Masson/Gram染色原图（.tif/.ndpi格式）

(2) 仪器原始数据：Micro-CT DICOM序列；流式细胞仪FCS 3.0文件；qPCR扩增曲线（.eds文件）

(3) 分析脚本：ImageJ宏/Python代码（用于自动化定量胶原面积或细胞计数）

6.时间线和价格(Timeline & Pricing)

30-40天，价格面议

7.快速下单 (Get Started)

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参考文献：

[1] Amachawadi RG, Nagaraja TG. Pathogenesis of liver abscesses in cattle. Vet Clin North Am Food Anim Pract. 2022;38(3):335-346.

[2] Hau T, Hartmann E. Pathologie, Diagnose und Therapie der Leberabszesse [Pathology, diagnosis and therapy of liver abscess]. Zentralbl Chir. 1987;112(9):529-547.

[3] Fodah RA, Scott JB, Warawa JM. Direct monitoring of meropenem therapeutic efficacy against Klebsiella pneumoniae respiratory infection by bioluminescence imaging. J Med Microbiol. 2023;72(5). doi:10.1099/jmm.0.001686.

[4] Chen Y, Huang Y, Huang R, Chen Z, Wang X, Chen F, Huang Y. Interleukin-10 gene intervention ameliorates liver fibrosis by enhancing the immune function of natural killer cells in liver tissue. Int Immunopharmacol. 2024;127:111341.

[5] Alvarez-Uria G, Pakam R, Midde M, Naik PK. Intra-abscess administration of antibiotics through ultrasound-guided percutaneous catheter for the treatment of pyogenic liver abscess. J Clin Diagn Res. 2013;7(8):1698-1699.

[6] Hullahalli K, Dailey KG, Hasegawa Y, et al. Genetic and immune determinants of E. coli liver abscess formation. Proc Natl Acad Sci U S A. 2023;120(51):e2310053120.

[7] Keynan Y, Rubinstein E. Diabetes mellitus and pyogenic liver abscess: risk and prognosis. Clin Infect Dis. 2007;45(6):801.

[8]郑亚虹，岳程程，张慧，等。肺炎克雷伯菌肝脓肿小鼠模型的制备与评价 [J]. 安徽医科大学学报，2021;56(11):1041-1046. doi:10.19405/j.cnki.issn1000-1492.2021.11.005