1. 模型模拟疾病介绍

肝缺血再灌注损伤（Hepatic Ischemia-Reperfusion Injury, HIRI）是一种由肝脏血流暂时中断后恢复供血引发的病理过程，其特征是缺氧期细胞损伤与再灌注阶段氧化应激、炎症反应的叠加效应，最终导致肝细胞坏死、凋亡及器官功能障碍[1]。其发病机制涉及线粒体能量代谢紊乱、活性氧（ROS）爆发、钙超载以及中性粒细胞浸润介导的炎症级联反应（如TLR4/NF-κB通路激活）[2]。该现象常见于肝移植、肝切除手术及创伤性休克等临床场景，其中肝移植患者发生率高达40%-60%[3]，严重时可引发急性肝功能衰竭甚至多器官功能衰竭。

典型病理表现包括肝窦内皮细胞肿胀、肝小叶中心性坏死及血清转氨酶（ALT/AST）显著升高[4]。既往研究证实，中性粒细胞胞外诱捕网（NETs）的形成和NLRP3炎症小体的激活是加重HIRI的关键因素[5]，而干预策略如缺血预处理（IPC）、抗氧化剂（如N-乙酰半胱氨酸）或靶向免疫调节（如抗-ICAM-1抗体[6]）在动物模型中显示出保护作用。通过构建小鼠/大鼠部分肝缺血再灌注模型（如70%肝叶钳夹法），可精准模拟临床HIRI的病理进程，该模型已广泛应用于探究肝细胞自噬调控、线粒体动力学干预（如Drp1抑制剂[7]）及干细胞疗法（如间充质干细胞外泌体）的机制研究。

相关疾病: 肝移植排斥反应(Liver Transplant Rejection); 肝切除术后肝功能衰竭(Post-hepatectomy Liver Failure, PHLF); 肝外伤缺血性损伤(Hepatic Trauma-induced Ischemic Injury); 休克后多器官功能障碍综合征(Post-shock Multiple Organ Dysfunction Syndrome, MODS);心脏骤停后全身缺血再灌注损伤(Global Ischemia-Reperfusion Injury after Cardiac Arrest); 非酒精性脂肪性肝炎(Non-alcoholic Steatohepatitis, NASH)

2. 模型概述

l普通浏览介绍：

如耀生物采用部分肝叶钳夹术（Partial Hepatic Ischemia）和体外机械灌注（Ex Vivo Machine Perfusion）两大核心技术，精准构建肝缺血再灌注损伤（HIRI）动物模型，高度模拟临床手术、创伤或移植中的肝脏缺血病理过程。该模型可广泛应用于肝脏保护药物筛选、移植器官保存技术优化及缺血性肝病机制研究，为肝胆疾病和危重症医学提供高效研究工具。

l专业模型介绍：

如耀生物采用部分肝叶钳夹术（Partial Hepatic Ischemia）和体外机械灌注（Ex Vivo Machine Perfusion）两大核心技术，精准构建肝缺血再灌注损伤（HIRI）动物模型，为研究肝脏缺血性疾病的发病机制和治疗干预提供理想平台。该模型通过手术阻断肝左/中叶门静脉和肝动脉血流（70%肝叶缺血）30-90分钟，随后恢复血流灌注，在6-24小时内可成功诱导典型的缺血再灌注损伤，成模率达90%以上。同时，通过体外机械灌注系统（含氧合灌注液，如UW液或HTK液）模拟临床肝移植中的低温保存-复温再灌注过程，精准复现移植后早期肝功能衰竭的病理特征。

该模型高度还原了临床HIRI的核心病理变化：通过HE染色可观察到肝小叶中心性坏死和肝窦内皮细胞肿胀，Masson染色显示缺血区胶原沉积显著增加（>25%）；分子水平检测证实氧化应激标志物（MDA、ROS）和炎症因子（TNF-α、IL-1β、HMGB1）表达显著上调，同时伴随肝细胞凋亡（TUNEL+细胞增加）和中性粒细胞浸润（MPO活性升高）。研究人员利用该模型重点探究HIRI相关的线粒体功能障碍（如Drp1介导的线粒体分裂）、炎症信号通路（如NLRP3炎症小体激活）及微循环障碍（如窦内皮糖萼脱落），为开发新型肝脏保护策略（如缺血预处理、ROS清除剂和抗炎靶向药物）提供高度可靠的临床前研究平台。

在标准化模型构建过程中，我们严格把控手术操作规范（精确血管阻断定位、恒温生理监测）、术后管理（血流再灌注时间控制、肝功能动态检测）和质量控制（血清ALT/AST水平验证），确保实验数据的可重复性。该模型系统不仅适用于基础机制研究（如缺氧-再氧合损伤的分子网络），还可用于肝移植器官保存技术优化和药物毒性评估，为改善肝脏缺血性疾病预后提供强有力的研究工具。

l服务亮点/较同行的特长：

1.精准建模技术：采用标准化肝叶钳夹术与体外机械灌注系统，确保模型稳定性和临床相关性，成模率>90%，数据重复性优异。

2.全流程质控体系：从手术操作到术后监测，严格规范实验流程，提供详尽的病理与分子检测数据，助力高效科研转化。

3. 典型应用(Use Cases)

1. 肝脏保护药物筛选：如：口服ROS清除剂N-乙酰半胱氨酸（200 mg/kg）在C57BL/6小鼠模型中预处理3天，血清ALT水平由再灌注6 h时的2850 U/L降至1200 U/L，肝组织MDA含量下降40%（详见参考[8]）

2. 移植器官保存技术优化：如：体外机械灌注系统添加线粒体保护剂SS-31（5 μM）后，大鼠供肝移植后7天存活率由对照组的60%提升至90%，肝窦内皮糖萼完整性提高50%（详见参考[9]）

3. 缺血预处理机制研究：如：短时缺血预处理（5 min缺血/5 min再灌注×3次）使SD大鼠模型肝细胞凋亡率（TUNEL+）由25%降至8%，HO-1蛋白表达上调3倍（详见参考[10]）

4. 炎症靶向治疗评价：如：腹腔注射NLRP3抑制剂MCC950（10 mg/kg）在再灌注前1 h给药，使肝组织IL-1β水平下降65%，中性粒细胞浸润（MPO活性）减少55%（详见参考[11]）

5. 微循环障碍干预测试：如：静脉注射肝素（100 U/kg）改善再灌注后肝窦血流，微循环流速由0.12 mm/s恢复至0.35 mm/s，窦内皮细胞脱落减少70%（详见参考[12]）

6. 基因治疗载体验证：如：AAV9介导的SOD2过表达使再灌注24 h后肝组织ATP含量提升2.2倍，线粒体形态损伤评分降低60%（详见参考[13]）

7. 临床生物标志物关联分析：如：血清HMGB1水平在再灌注2 h达峰值（85 ng/mL），与肝组织坏死面积呈强相关（详见参考[14]）

4. 工作流程速览

模型构建阶段

l动物准备：SD大鼠（8-10周龄，雄性）

术前处理：禁食12小时（自由饮水）;麻醉前30分钟皮下注射生理盐水（10 mL/kg）预防脱水

l模型A. 部分肝叶缺血再灌注（小鼠/大鼠通用）

1. 麻醉与消毒：腹腔注射戊巴比妥钠（50 mg/kg）或异氟烷吸入麻醉,腹部剃毛，碘伏+酒精交替消毒3次

2. 开腹与暴露肝脏：沿腹中线切口1.5 cm（小鼠）或3 cm（大鼠），用棉签轻柔拨开肠管，暴露肝门部

3. 血流阻断：识别肝左叶/中叶的门静脉分支（小鼠）或左/中叶肝蒂（大鼠），用血管夹阻断目标血管（缺血范围70%肝叶）

4.缺血时间：小鼠30分钟，大鼠60分钟（根据研究需求调整）

5. 再灌注启动：移除血管夹，观察肝脏颜色由暗红转为鲜红（再灌注成功标志），温生理盐水冲洗腹腔，6-0缝合线逐层关腹

l模型B. 体外机械灌注模型（大鼠移植专用）

1. 供肝获取：门静脉插管，4℃ UW液灌注冲洗至肝脏无血色,切除肝脏置于4℃保存液中（HTK液或UW液）

2. 机械灌注系统：连接灌注仪（压力10 mmHg，流速3 mL/min）,氧合灌注液（95% O₂ + 5% CO₂，37℃）持续循环2小时

药效研究（如需干预实验）

l分组设计：

a. 空白对照组（Sham）：仅开腹，不进行缺血再灌注

b. 模型对照组（I/R）：缺血再灌注手术（不干预）

c. 阳性药对照组（如N-乙酰半胱氨酸/NAC）：剂量：150 mg/kg

d. 给药方式：术前1小时腹腔注射

e. 待测药物组：根据药物特性分低、中、高剂量组（需预实验确定范围）

l给药方案：

预处理给药（适用于抗氧化/抗炎药物）：术前24小时及1小时分两次给药（如NAC 150 mg/kg ip）

治疗性给药（适用于临床转化研究）：再灌注即刻或术后6小时给药（如抗-IL-1β抗体 10 mg/kg iv）

持续干预（适用于慢性纤维化研究）：术后每日给药，持续7-14天（如吡非尼酮 200 mg/kg po）

l监测指标：

生理指标：体重状态、活动状态评估

血液检测：血清ALT/AST; 血清炎症因子（TNF-α, IL-6, HMGB1 ELISA）

终点检测

工作过程流程图

l模型验证

图1 大鼠肝组织病理形态学变化（左：Sham组；右：模型对照组)

doi:10.3969/j. issn.1671-8348.2016.25.004

  Sham组            模型对照组

图2   大鼠血清ALT、AST 水平的变化 :P < 0.05,与Sham 组比较。

  doi:10.3969/j.issn.1671-8348.2016.25.004

      Sham组            模型对照组

图3   Western blot 检测大鼠肝组织α-SMA 蛋白表达

   doi:10.3969/j.issn.1671-8348.2016.25.004

          Sham组           模型对照组

图4 大鼠肝组织α-SMA 蛋白表达相对灰度比值:P < 0.05,与Sham 组比较。

                                   doi:10.3969/j.issn.1671-8348.2016.25.004

5. 交付成果(Deliverables)

1） 动物基本信息与建模数据

(1) 品系/周龄：C57BL/6小鼠（8-10周龄）或SD大鼠（250-300 g）

(2) 体重曲线：术前、术后24/48/72 h体重变化（g）

(3) 成模率统计：符合ALT>2000 U/L（小鼠）或>3000 U/L（大鼠）的个体占比（%）

(4) 手术参数：缺血时间（min）、再灌注时间（h）、术中死亡率（%）

(5) 原始数据表：血清ALT/AST数值（U/L，分时间点记录）

2） 组织病理学图像与定量分析

(1) HE染色切片：全视野高清图像（200×/400×，附带标尺）；肝小叶坏死评分（0-4分）及坏死面积占比（%）

(2) Masson染色：胶原沉积区域图像（100×）；纤维化面积定量（ImageJ分析，%）

3) 分子与生化检测数据

(1) 免疫组化（IHC）：关键蛋白染色图像（400×）：炎症标志物（TNF-α、IL-6、MPO）；纤维化标志物（α-SMA、Collagen I、TGF-β1）

(2) 阳性细胞计数/视野（HPF）或积分光密度（IOD）热图

(3) Western Blot/qPCR：炎症通路蛋白（TLR4、NF-κB p65）、抗氧化基因（HO-1、Nrf2）、灰度值定量数据（WB）或相对表达量（qPCR，2^-ΔΔCt）

4) 功能与机制验证数据

(1) 氧化应激指标：MDA（nmol/mg prot）、SOD活性（U/mg prot）

(2) 细胞凋亡：TUNEL阳性细胞数/视野（400×）

(3) 微循环检测：肝血流速度（mm/s）或血管通透性数据（伊文思蓝渗出量，μg/g组织）

5） 完整项目总结报(PDF) :

(1) 实验方法：手术步骤、分组设计、检测标准（如ALT成模阈值）

(2) 结果总结：统计图表（柱状图、折线图，*p<0.05标注）、病理图像与分子数据关联分析（如ALT与坏死评分相关性）

(3) 原始数据附表：Excel表格（含所有个体数据、统计p值）

(4) 参考文献：模型构建与检测方法的引用文献（APA格式）

6.时间线和价格(Timeline & Pricing)

30-40天，价格面议

7.快速下单 (Get Started)

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参考文献：

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[3] Dar WA, Sullivan E, Bynon JS, Eltzschig H, Ju C. Ischaemia reperfusion injury in liver transplantation: Cellular and molecular mechanisms. Liver Int. 2019;39(5):788-801.

[4] Abu-Amara M, Yang SY, Tapuria N, Fuller B, Davidson B, Seifalian A. Liver ischemia/reperfusion injury: processes in inflammatory networks--a review. Liver Transpl. 2010;16(9):1016-1032.

[5] Huang H, Tohme S, Al-Khafaji AB, et al. Damage-associated molecular pattern-activated neutrophil extracellular trap exacerbates sterile inflammatory liver injury. Hepatology. 2015;62(2):600-614.

[6] Kato A, Gabay C, Okaya T, Lentsch AB. Specific role of interleukin-1 in hepatic neutrophil recruitment after ischemia/reperfusion. Am J Pathol. 2002;161(5):1797-1803.

[7] Wang J, Zhu P, Li R, et al. Bax inhibitor 1 preserves mitochondrial homeostasis in acute kidney injury through promoting mitochondrial retention of PHB2. Theranostics. 2020;10(1):384-397.

[8] Zhou D, Yang Y, Chen J, et al. N-acetylcysteine protects against myocardial ischemia-reperfusion injury through anti-ferroptosis in type 1 diabetic mice. Cardiovasc Toxicol. 2024;24(5):481-498.

[9] Mitchell W, Ng EA, Tamucci JD, et al. The mitochondria-targeted peptide SS-31 binds lipid bilayers and modulates surface electrostatics as a key component of its mechanism of action. J Biol Chem. 2020;295(21):7452-7469.

[10] Wang Y, Shen J, Xiong X, et al. Remote ischemic preconditioning protects against liver ischemia-reperfusion injury via heme oxygenase-1-induced autophagy. PLoS One. 2014;9(6):e98834.

[11] Wu X, Wang B, Zhou Y, et al. NLRP3 inflammasome inhibitor MCC950 reduces cerebral ischemia/reperfusion induced neuronal ferroptosis. Neurosci Lett. 2023;795:137032.

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[13] Li Q, Zhang W, Xiao E. SOD2 overexpression in bone marrow-derived mesenchymal stem cells ameliorates hepatic ischemia/reperfusion injury. Mol Med Rep. 2021;24(3):671.

[14] Datta S, Rahman MA, Koka S, Boini KM. High mobility group box 1 (HMGB1): molecular signaling and potential therapeutic strategies. Cells. 2024;13(23):1946.

[15]刘俊平，刘仁贵，崔学斌，等。肝缺血再灌注诱导大鼠肝纤维化动物模型的建立 [J]. 重庆医学，2016,45 (25):3469-3471.doi:10.3969/j.issn.1671-8348.2016.25.004.