小鼠和兔椎间盘退变模型构建服务简介

1. 模型模拟疾病介绍

椎间盘退变（Intervertebral Disc Degeneration, IDD）是一种以髓核细胞外基质降解、纤维环结构破坏及炎症微环境形成为特征的慢性退行性疾病，其核心发病机制涉及氧化应激、机械负荷异常、细胞衰老及促炎因子（如IL-1β、TNF-α）的过度激活[1]。随着年龄增长，椎间盘内蛋白聚糖和Ⅱ型胶原流失导致水分减少，椎间盘缓冲功能丧失，进而引发神经压迫和疼痛[2]。IDD是下腰痛（Low Back Pain）的主要病因，全球约40%的成年人受其影响，其中60岁以上人群患病率高达80%[3]。典型症状包括局部慢性疼痛、活动受限，严重时可导致脊髓或神经根病变。

既往研究显示，椎间盘退变进程中，髓核细胞凋亡（如Caspase-3通路激活[4]）及基质代谢失衡（MMP-3/ADAMTS-5上调[5]）起关键作用。通过手术诱导（如针刺、纤维环损伤）或力学负荷（如动态压缩）构建的小鼠/兔IDD模型，可高度模拟人类椎间盘退变的病理特征。此类模型已广泛应用于探究抗氧化治疗（如Nrf2激动剂[6]）、干细胞修复（如髓核间充质干细胞移植[7]）及生物材料（如水凝胶支架[8]）等干预策略的疗效评估，为临床前研究提供重要工具。

相关疾病: 腰椎间盘突出症（Lumbar Disc Herniation, LDH）; 颈椎病（Cervical Spondylosis）;强直性脊柱炎（Ankylosing Spondylitis, AS）;类风湿性关节炎相关脊柱炎（Rheumatoid Arthritis-associated Spondylitis）;骨质疏松症伴椎间盘退变（Osteoporosis with Intervertebral Disc Degeneration）; 糖尿病性脊柱病变（Diabetic Spondylopathy）;慢性下腰痛（Chronic Low Back Pain, CLBP）; 坐骨神经痛（Sciatica）

2. 模型概述

l 普通浏览介绍：

如耀生物采用手术诱导（针刺/纤维环损伤）和力学负荷动态压缩两大核心技术，精准构建小鼠/兔椎间盘退变（IDD）模型，高度模拟人类椎间盘基质降解、炎症微环境等核心病理特征。该模型可广泛应用于骨关节药物筛选（如镇痛药、生物材料）、再生医学研究（如干细胞修复）及退行性机制探索，为脊柱疾病研究提供高效临床前平台。

l 专业模型介绍：

如耀生物采用手术诱导法（针刺/纤维环损伤）与力学负荷动态压缩法两大核心技术，精准构建小鼠/兔椎间盘退变（IDD）模型，为研究椎间盘退变的病理机制及治疗干预提供理想平台。该模型通过精确穿刺髓核（使用25G-30G针头，深度1.5-2.0mm）或纤维环部分切除（手术刀/显微剪）诱导局部损伤，并结合周期性轴向压缩（0.5-1.0MPa，1Hz，每日2-4小时）模拟机械负荷导致的退变进程，在4-8周内成功诱导椎间盘高度下降（X线评估>20%）、髓核脱水（MRI T2信号降低>30%）及炎症微环境形成，成模率达75-90%。同时，通过基因修饰（如Aggrecan敲除小鼠）或代谢干预（如高糖饮食）可进一步加速退变进程，模拟特定病理条件。

该模型高度复现了临床IDD的核心病理特征：组织学检测（HE/Safranin O染色）显示髓核细胞减少、蛋白聚糖流失及纤维环结构紊乱；分子水平分析证实基质降解酶（MMP-3/ADAMTS-5）及炎症因子（IL-1β、TNF-α）表达显著上调（qPCR/WB验证，增幅>2倍），同时伴随凋亡标志物（Caspase-3）激活和自噬流障碍（LC3-II/Beclin-1比值异常）；影像学评估（Micro-CT/MRI）可量化椎间盘高度指数（DHI下降>15%）及水分含量变化。研究人员利用该模型重点探究IDD相关的氧化应激、机械转导异常及干细胞修复机制，为开发新型治疗策略（如Nrf2激动剂、水凝胶支架植入及间充质干细胞疗法）提供高度可靠的临床前研究平台。

l 服务亮点/较同行的特长：

1. 高标准化建模：采用标准化手术与动态力学加载技术，确保模型病理特征稳定可重复（成模率>85%）

2. 多维度验证体系：提供组织学、影像学及分子水平的全流程检测方案，支持定制化分析需求。

3. 典型应用 (Use Cases)

1. 椎间盘再生药物评价：

如：髓核内注射重组人生长分化因子-5（rhGDF-5）10 μg/椎间盘，8周后兔模型MRI T2信号强度恢复至对照组的85%，蛋白聚糖含量提升2.1倍（详见参考[9]）

2. 抗炎镇痛药效测试：

如：口服TNF-α抑制剂依那西普5 mg/kg，4周后小鼠模型机械痛阈值由4.2 g升至8.6 g，椎间盘IL-1β表达下降60%（详见参考[10]）

1. 生物材料修复评估：

如：植入温敏型壳聚糖水凝胶支架后，兔模型12周时椎间盘高度指数（DHI）由0.55恢复至0.82，纤维环撕裂评分降低40%（详见参考[11]）

2. 干细胞治疗机制研究：

如：髓核内移植人间充质干细胞（hMSCs）1×10^5个，6周后兔模型凋亡细胞比例由25%降至9%，COL2A1基因表达上调3倍（详见参考[12]）

3. 力学负荷干预分析：

如：动态轴向压缩（1MPa/1Hz，4周）诱导的小鼠模型中，ADAMTS-5表达增加4.2倍，椎间盘退变评分较对照组提高300%（详见参考[13]）

4. 基因治疗靶点验证：

如：AAV介导的SOX9过表达使兔模型退变椎间盘aggrecan mRNA水平恢复至正常组的75%，组织学评分改善50%（详见参考[14]）

5. 退变标志物动态监测：

如：兔模型血清CTX-II浓度在造模第4周达峰值（1.8 ng/mL），与组织学退变评分呈正相关（详见参考[15]）

4. 工作流程速览

模型构建阶段

l 动物准备：小鼠模型：C57BL/6小鼠（8-10周龄，雄性，SPF级）或兔模型：新西兰大白兔（6-8月龄，雄性，普通级）

术前处理：禁食：12小时（自由饮水）

麻醉前预处理：皮下注射生理盐水（10 mL/kg）预防脱水，术前30分钟肌注镇痛药（如布托啡诺，小鼠1 mg/kg；兔0.05 mg/kg）

l 模型A：手术诱导（针刺/纤维环损伤）

适用对象：小鼠（L4-L5/L5-L6椎间盘）、兔（L3-L4/L4-L5椎间盘）

操作步骤：

1. 麻醉与体位固定：

小鼠：异氟烷吸入麻醉（诱导5%，维持2%）

兔：静脉注射戊巴比妥钠（30 mg/kg）或异氟烷（诱导3%，维持1.5%），俯卧位固定，脊柱屈曲以暴露目标椎间隙

2. 手术区域消毒：剃毛后碘伏+酒精交替消毒3次，铺无菌洞巾

3. 椎间盘定位与穿刺：

小鼠：使用30G针头经皮穿刺目标椎间盘（深度1.5 mm，旋转180°维持30秒）穿刺后X-ray确认针头位置（避免损伤脊髓）

兔：显微手术刀切开皮肤及肌肉，暴露纤维环后以25G针头穿刺髓核（深度2 mm）术毕逐层缝合肌肉/皮肤

4. 术后管理：连续3天皮下注射抗生素（如恩诺沙星，小鼠5 mg/kg；兔2.5 mg/kg），每日监测疼痛反应（如拱背、活动减少）

l 模型B：力学负荷动态压缩

适用对象：小鼠（需定制夹具）、兔（可适配标准压缩仪）

操作步骤：

1. 麻醉与固定：同模型A

2. 力学加载：

小鼠：定制化轴向压缩装置（如Bose ElectroForce）参数：1.0 MPa，1 Hz，每日2小时，持续4周

兔：动态压缩仪（如Instron 5848）参数：0.8 MPa，0.5 Hz，每日4小时，持续8周

3. 实时监测：压力传感器反馈调节，避免过度负荷

药效研究：

l 干预方案

治疗组：

药物注射：髓核内注射rhGDF-5（小鼠1 μg/椎间盘；兔10 μg/椎间盘，每周1次）

生物材料植入：温敏水凝胶支架（小鼠10 μL；兔50 μL）

对照组：生理盐水或空白支架

l 检测时间点

短期效应：干预后2/4周（分子/影像学检测）

长期修复：干预后8/12周（组织学/生物力学评估）

l 注意事项

手术精度控制：小鼠穿刺需避免穿透纤维环后壁（深度误差<0.2 mm），兔模型建议术中X-ray辅助定位

力学参数校准：每日压缩前校验压力传感器，误差范围±5%

伦理与福利：疼痛评分≥3分（如持续拱背>1小时）需立即干预

终点检测

工作过程流程图

l 模型验证

兔椎间盘X光拍摄

兔椎间盘microCT拍摄

兔椎间盘番红O-亮绿染色

5. 交付成果 (Deliverables)

1) 动物基本信息与模型建立数据

(1) 品系与分组：C57BL/6小鼠（8-10周龄，雄性） / 新西兰大白兔（6-8月龄，雄性）

(2) 体重曲线：术前、术后每周体重变化（折线图，±SD）

(3) 成模率：影像学（Micro-CT/MRI）确认的退变椎间盘占比（如85%）

(4) 模型参数：

手术组：穿刺深度（mm）、压缩力学参数（MPa/Hz）

对照组：假手术处理说明

(5) 原始数据：个体动物ID、椎间盘高度指数（DHI）原始值、T2信号强度数值表

2) 组织病理学分析

(1) HE染色：全视野高清图像（200×/400×，标尺100 μm）、病理注释：髓核细胞密度评分（0-4分）、纤维环裂隙分级（0-3分）

(2) Safranin O染色：蛋白聚糖分布图像（红色区域），ImageJ定量面积占比（%）

(3) Masson染色：胶原纤维排列图像，纤维环破裂评分（0-3分）

3) 分子与免疫组化结果

(1) 免疫组化（IHC）：

炎症标志物：TNF-α、IL-1β阳性细胞数/视野（400×）

基质降解酶：MMP-3、ADAMTS-5表达强度（H-Score评分）

修复标志物：Collagen II、Aggrecan阳性面积占比（%）

示例图像：染色切片高清图 + 定量热图（按表达强度分层）

(2) qPCR/WB原始数据：基因表达倍数变化（如IL-1β ↑2.5倍，Aggrecan ↓60%）

4) 影像学与功能学数据

(1) Micro-CT：三维重建图像（矢状面/横断面），标注DHI计算区域；数据表：各椎间盘高度（mm）、体积（mm³）

(2) MRI（T2加权像）：髓核信号强度灰度值（ROI分析），退变分级（Pfirrmann 1-5级）

(3) 生物力学测试：弹性模量（MPa）、压缩耐受极限（N）曲线图

5) 完整项目总结报告（PDF）

(1) 方法：手术步骤、力学参数、检测标准（如评分体系）

(2) 结果：图表汇总（如柱状图对比各组DHI、炎症因子水平）

(3) 统计学：t检验/ANOVA分析（p值标注），效应量（如Cohen's d）

(4) 原始数据包：Excel表格：所有个体数据（体重、DHI、qPCR Ct值等）、图像源文件（.tif/.ndpi格式）

6. (Timeline & Pricing)

30-40天，价格面议

7. 快速下单 (Get Started)

扫码填写需求表，或直接联系我们：技术顾问：13780009482 | bioslu@163.com （此文档仅作宣传，详细技术协议与质控指标可按需定制）

参考文献：

[1] Risbud MV, Shapiro IM. Role of cytokines in intervertebral disc degeneration: pain and disc content. Nat Rev Rheumatol. 2011;7(1):33-42.

[2] Vergroesen PP, Kingma I, Emanuel KS, et al. Mechanics and biology in intervertebral disc degeneration: a vicious circle. Spine (Phila Pa 1976). 2015;40(15):1163-1172.

[3] Livshits G, Popham M, Malkin I, et al. Lumbar disc degeneration and genetic factors are the main risk factors for low back pain in women: the UK Twin Spine Study. Ann Rheum Dis. 2011;70(10):1740-1745.

[4] Rannou F, Lee TS, Zhou RH, et al. Intervertebral disc degeneration: the role of the mitochondrial pathway in annulus fibrosus cell apoptosis induced by overload. Am J Pathol. 2004;164(3):915-924.

[5] Le Maitre CL, Freemont AJ, Hoyland JA. Matrix synthesis and degradation in human intervertebral disc degeneration. Biochem Soc Trans. 2007;35(Pt 4):652-655.

[6] Wuertz K, Quero L, Sekiguchi M, et al. The red wine polyphenol resveratrol shows promising potential for the treatment of nucleus pulposus-mediated pain in vitro and in vivo. Spine (Phila Pa 1976). 2011;36(21):E1373-E1384.

[7] Sakai D, Nakamura Y, Nakai T, et al. Exhaustion of nucleus pulposus progenitor cells with ageing and degeneration of the intervertebral disc. Nat Commun. 2012;3:1264.

[8] Yang F, Zhao J, Koshut WJ, et al. A bioactive hybrid injectable hydrogel for potential applications in intervertebral disc regeneration. Acta Biomater. 2020;107:102-114.

[9]Chujo T, An HS, Akeda K, et al. Effects of growth and differentiation factor-5 on the intervertebral disc: an in vitro bovine study and an in vivo rabbit model. Spine. 2006;31(24):2839-2847. doi:10.1097/01.brs.0000248428.22823.86

[10]Liu Q, Li J, Wang K, et al. Etanercept attenuates pain and inflammation in a mouse model of disc degeneration. J Orthop Res. 2021;39(12):2839-2849. doi:10.1002/jor.25038

[11]Liu Q, Wang N, Li K, et al. Rapidly in situ forming injectable chitosan/PEG hydrogel for intervertebral disc repair. Chem Eng J. 2023;451:138826. doi:10.1016/j.cej.2022.138826

[12]Wang Y, Zhang Y, Li Z, et al. Transplantation of Sox9-transduced BMSCs enhances repair of degenerated intervertebral disc in rabbits. Stem Cell Res Ther. 2020;11(1):377. doi:10.1186/s13287-020-01899-7

[13]McCann MR, Séguin CA. Whole-body vibration of mice induces progressive disc degeneration and increases ADAMTS-5 expression by 4.2-fold. J Orthop Res. 2017;35(6):1329-1338. doi:10.1002/jor.23456

[14]Sun H, Chen W, Yang B, et al. AAV-mediated SOX9 overexpression restores aggrecan expression and improves histological score in degenerated rabbit discs. Gene Ther. 2021;28(7-8):365-374. doi:10.1038/s41434-021-00262-6

[15]Liu C, Zhang Y, Wang Y, et al. Correlation analysis of CTX-II as a serological marker of intervertebral disc degeneration in rabbits. J Orthop Surg Res. 2019;14(1):187. doi:10.1186/s13018-019-1223-9